クロマトグラフィーに最適な 10 の生物学的バッファー
クロマトグラフィーは、タンパク質の分離と精製によく使用される実験技術です。
このプロセスでは、システムの分離能力が pH の変動に直結します。 たとえば、移動相 (溶媒) の pH が pKa に近い場合、pH のわずかな変化が保持に大きく影響し、結果として分離が発生します。 イオン性化合物の保持は、この移動相の pH に特に敏感であるため、この変数を制御するためにシステムにバッファーを追加する必要があります。
この手法に使用される最も一般的な生物学的バッファーのリストを作成するために、クロマトグラフィーに最も関連する文献を確認しました。 多くの場合、Tris と MES が最良の選択であるというコンセンサスがありますが、陽イオン交換クロマトグラフィー、陰イオン交換クロマトグラフィー、高速液体クロマトグラフィー (HPLC) およびその他の同様の技術では、他のバッファーも使用されていることがわかりました。 私たちのリストをチェックしてください！
1) BIS-TRIS buffer
有用なpH範囲: 5.8 - 7.2pKa (25°C): 6.46
分子量: 209.2g/mol
用途: 陰イオン交換クロマトグラフィー中のバッファー1
懸念事項: クロマトグラフィーシステムのいくつかのコンポーネントが、このバッファーとの金属結合について競合している可能性があります2
Hopax BIS-TRIS の詳細を読む参考文献:The uses of Bis-Tris Buffer - A starting guide
2) BES buffer
pKa (25°C): 7.09
分子量: 213.2g/mol
用途: 陽イオン交換クロマトグラフィーの結合緩衝液および溶離液 / ゲルろ過クロマトグラフィーの緩衝液として3
3) Bicine buffer
pKa (25°C): 8.26
分子量: 163.2 g/mol
用途：陽イオン交換クロマトグラフィーの移動相緩衝液・溶離液
Hopax Bicine の詳細を読む
4) CAPS buffer
pKa (25°C): 10.40
分子量: 221.32g/mol
用途: 陽イオン交換クロマトグラフィーの結合バッファーおよび溶離液4
5) HEPES buffer
pKa (25°C): 7.48
分子量: 238.3g/mol
Uses:
- 陽イオン交換クロマトグラフィーの結合バッファーおよび溶離液として5,6
- in vitro 放出試験のための 2 段階逆透析法 (バッファーからの HPLC への干渉は検出されませんでした)7
参考文献:Why use HEPES?
6) MES buffer
pKa (25°C): 6.10
分子量: 195.2g/mol
用途:
- キャピラリー電気クロマトグラフィーのバッファー8
- ゲルろ過クロマトグラフィーのバッファー9
- ホスホセルロースカラムクロマトグラフィーのバッファー10
- 疎水性相互作用クロマトグラフィーのバッファー10
- 陽イオン交換クロマトグラフィーのバッファー11
参考文献:15 uses of MES Buffer you didn't know
7) MOPS buffer
pKa (25°C): 7.14
分子量: 209.3g/mol
用途: クロマトグラフィーにおけるタンパク質精製用のランニングバッファー
参考文献:Why use MOPS?
8) PIPES buffer
pKa (25°C): 6.76
分子量: 302.37g/mol
用途:
- 陽イオン交換クロマトグラフィーのバッファー
- 微小管タンパク質を精製するためのホスホセルロースクロマトグラフィーのバッファー12
懸念事項: 陽イオン交換クロマトグラフィーで使用する場合、イオン強度が大きく、濃度が pKa に依存するため、低濃度で使用する必要があります。
参考文献:Why use PIPES Buffer
9) TAPS buffer
pKa (25°C): 8.40
分子量: 243.28g/mol
用途:
- 染料を分離するための平面クロマトグラフィーのバッファー13
- 酵素精製のためのイオン交換クロマトグラフィーのバッファー14
10) Tris buffer
pKa (25°C): 8.06
分子量: 121.14g/mol
使用されます:
- 陰イオン交換クロマトグラフィーの緩衝液および溶離液として15
- イオン移動度が低いため、キャピラリー電気クロマトグラフィーのバッファーとして使用されます16
参考文献:The uses of Tris buffer - A starting guide
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References:
1 Donoghue, M., Hsieh, F., Baronas, E., Godbout, K., Gosselin, M., Stagliano, N., Donovan, M., Woolf, B., Robison, K., Jeyaseelan, R., Breitbart, R.E., & Acton, S. (2000). A novel angiotensin-converting enzyme–related carboxypeptidase (ACE2) converts angiotensin I to angiotensin 1-9. Circulation Research, 87(5)
2 Wang, F., Chmil, C., Pierce, F., Ganapathy, K., Gump, B. B., MacKenzie, J. A., Metchref, Y. & Bendinskas, K. (2013). J. Chromatogr. B: Anal. Technol. Biomed. Life Sci., 934, 26–33.
3 Schirch, V., Hopkins, S., Villar, E., & Angelaccio, S. (1985). Serine hydroxymethyltransferase from Escherichia coli: purification and properties. Journal of Bacteriology, 163(1), 1-7.
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8 Boughtflower, R. J., Underwood, T., & Paterson, C. J. (1995). Capillary electrochromatography—Some important considerations in the preparation of packed capillaries and the choice of mobile phase buffers. Chromatographia, 40(5-6), 329-335.
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11 Cook, T. A., Urrutia, R., & McNiven, M. A. (1994). Identification of dynamin 2, an isoform ubiquitously expressed in rat tissues. Proceedings of the National Academy of Sciences, 91(2), 644-648.
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13 Nurok, D., Frost, M. C., & Chenoweth, D. M. (2000). Separation using planar chromatography with electroosmotic flow. Journal of Chromatography A, 903(1), 211-217.
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16 Altria, K. D., Smith, N. W. & Turnbull, C. H. (1998). J. Chromatogr. B: Biomed. Sci. Appl., 717, 341–353.
